[VYPO] Tìm hiểu về xét nghiệm Sars- CoV-2.

Cảm ơn bài chia sẻ của bác sĩ Truc Phan.

————————————————————

Xin kính giới thiệu với Quý anh/chị/em bài viết cô học trò cũ Mina Pham hồi còn luyện thi Đại học giờ đã trở thành chiến binh trong tiền tuyến chống COVID-19 ở Đà Nẵng!

Tìm Hiểu Về Xét Nghiệm SARS-CoV-2 / COVID-19

Pham Trinh1, Tran N. Tuan2, Tran Hung3

(1): Bachelor of Laboratory Science, Family Hospital, Da Nang, Viet Nam.

(2): Former Head, Laboratory Medicine & Genomics, University Children’s Genetics Lab (UCGL), affiliated with CHLA (Childrens Hospital Los Angeles), Los Angeles, CA, USA.

Former Executive Vice President, ProGene, Inc., Glendale, CA, USA.

Currently working as a MD, PhD Genomics Specialist, Family Hospital, Da Nang, Viet Nam.

(3): MD & CEO, Family Hospital, Da Nang, Viet Nam.

1 . GIỚI THIỆU:

Xét nghiệm SARS-CoV-2/COVID-19 là phân tích mẫu để đánh giá sự hiện diện hiện tại hoặc trong quá khứ của virus SARS-CoV-2.

Hai phương pháp để phát hiện:

1.1. Phát hiện sự hiện diện của virus: Các xét nghiệm về sự có mặt của virus được sử dụng để chẩn đoán từng trường hợp, cho phép cơ quan y tế công cộng theo dõi và ngăn chặn bùng phát.

1.2. Phát hiện sự hiện diện của các kháng thể được cơ thể tạo ra để đáp ứng với quá trình nhiễm virus: xét nghiệm kháng thể cho biết cơ thể đã từng mắc bệnh hay chưa. Tuy nhiên, chúng ít có tác dụng để chẩn đoán các bệnh nhiễm trùng hiện tại vì các kháng thể có thể không xuất hiện trong vài ngày đến vài tuần sau khi nhiễm bệnh. Nó được sử dụng để đánh giá tỷ lệ hiện mắc bệnh, giúp ước tính tỷ lệ tử vong do nhiễm bệnh.

2. PHƯƠNG PHÁP:

2.1. PHÁT HIỆN VIRUS:

2.1.1. PHƯƠNG PHÁP LẤY MẪU:

Có nhiều phương pháp lấy mẫu khác nhau, bao gồm nước bọt, ngoáy mũi họng, đờm (dịch ho ra), que ngoáy họng (throat swabs) hoặc/và dịch được thu thập qua ống thông hút (suction catheter) từ đường thở sâu (deep airway).

Khả năng phát hiện virus phụ thuộc vào phương pháp lấy mẫu và khoảng thời gian đã trôi qua kể từ khi lây nhiễm. Xét nghiệm được thực hiện với que ngoáy họng chỉ đáng tin cậy trong tuần đầu tiên. Sau đó, virus có thể rời khỏi cổ họng và nhân lên trong phổi. Trong tuần thứ hai, ưu tiên là lấy đờm hoặc dịch từ đường thở sâu.

2.1.2. PHẢN ỨNG CHUỖI POLYMERASE PHIÊN MÃ NGƯỢC (REVERSE TRANSCRIPTION POLYMERASE CHAIN REACTION = RT-PCR)

Trước khi hiểu RT-PCR là gì, chúng ta cần hiểu PCR là gì?

Phản ứng chuỗi polymerase (Polymerase chain reaction = PCR) là một quá trình khuếch đại (sao chép) một đoạn DNA xác định lên hàng trăm nghìn lần, đủ để phân tích. Trước đó, các mẫu xét nghiệm được xử lý bằng một số hóa chất cho phép tách chiết DNA từ mẫu đó.

Phản ứng chuỗi polymerase phiên mã ngược (RT-PCR): đầu tiên cần sử dụng quá trình phiên mã ngược (tức chuyển RNA thành DNA vì cấu tạo của virus SAR-COV-2/COVID-19 là RNA) để thu được DNA, sau đó dùng PCR để khuếch đại DNA đó, đủ để phân tích. Do đó RT-PCR có thể phát hiện ra SARS-CoV-2 (chỉ chứa RNA). Quy trình RT-PCR thường cần khoảng 3h hoặc hơn.

2.1.3. KHUẾCH ĐẠI ĐẲNG NHIỆT (ISOTHERMAL AMPLIFICATION)

Một số phản ứng khuếch đại DNA đã được phát triển có thể được sử dụng thay thế cho PCR. Chúng đẳng nhiệt, nghĩa là chúng chạy ở một nhiệt độ không đổi.

2.1.3.1. Khuếch đại phụ thuộc vào enzyme Helicase tương tự như PCR truyền thống, nhưng sử dụng nhiệt độ không đổi thay vì qua các bước tách chuỗi đôi DNA và phối hợp / mở rộng chuỗi bởi biến đổi nhiệt. DNA Helicase là một loại enzyme tháo xoắn DNA, được sử dụng thay thế cho bước tách mạch bởi nhiệt (DNA là mạch đôi nên cần tách thành mạch đơn trước khi khuếch đại).

2.1.3.2. Khuếch đại đẳng nhiệt qua trung gian vòng lặp (Loop-mediated isothermal amplification = LAMP): Khuếch đại đẳng nhiệt qua trung gian vòng (LAMP) là một kỹ thuật đơn ống (chỉ thực hiện trên cùng một ống nghiệm) để khuếch đại DNA và cũng là một phương pháp chi phí thấp để thay thế PCR. Khuếch đại đẳng nhiệt qua trung gian vòng lặp phiên mã ngược (RT-LAMP= Reverse Transcription LAMP) là kết hợp LAMP với bước phiên mã ngược để cho phép phát hiện RNA. LAMP hoặc RT-LAMP không cần thiết bị luân nhiệt (máy PCR) vì không cần xen kẽ chu kỳ thay đổi nhiệt.

2.1.3.3. Khuếch đại polymerase tái tổ hợp (Recombinase Polymerase Amplification = RPA) sử dụng tái tổ hợp để ghép cặp đặc biệt các đoạn mồi (đoạn có cấu trúc tương tự DNA) với sợi đôi DNA tương đồng, cho tổng hợp DNA từ các trình tự DNA của virus (trình tự đích) có trong mẫu mà không cần tách chiết. Sự hiện diện của trình tự đích sẽ bắt đầu khuếch đại DNA và không cần tách mạch DNA bằng nhiệt hoặc hóa học. Phản ứng tiến triển nhanh chóng và dẫn đến sự khuếch đại DNA đích chỉ từ một vài bản sao đến mức có thể phát hiện được thường trong vòng 5-10 phút. RPA có thể được sử dụng để thay thế PCR trong nhiều ứng dụng phòng thí nghiệm khác nhau và người dùng có thể thiết kế các xét nghiệm của riêng họ. Abbott “ID Now” có thể phát hiện SCV2 trong 5 phút. Họ chắc chắn đã sử dụng công nghệ RPA. Nhân tiện, họ sản xuất RPA và chắc chắn có bằng sáng chế cho công nghệ này.

2.1.3.4. Công nghệ chỉnh sửa gen CRISPR:

CRISPR đang được nghiên cứu để phát hiện virus: nếu enzyme CRISPR gắn vào trình tự của virus, nó sẽ tạo màu dễ phát hiện. Hy vọng kết quả xét nghiệm sẽ rẻ và dễ sử dụng ở các cơ sở chăm sóc. Xét nghiệm này khuếch đại RNA trực tiếp, không cần bước chuyển đổi RNA sang DNA của RT-PCR.

2.2. PHÁT HIỆN KHÁNG NGUYÊN:

Kháng nguyên là một phần của mầm bệnh khi vào cơ thể sẽ tạo ra phản ứng miễn dịch. Các xét nghiệm kháng nguyên tìm kiếm các protein kháng nguyên từ bề mặt virus. Trong trường hợp của coronavirus, chúng thường là các protein nằm trên gai của bề mặt virus. Một trong những khó khăn là tìm ra kháng nguyên đặc hiệu dành riêng cho SARS-CoV-2 (SCV2).

Xét nghiệm kháng nguyên có thể là một cách để mở rộng quy mô xét nghiệm. Xét nghiệm khuếch đại nucleic acid đẳng nhiệt chỉ có thể xử lý một mẫu tại một thời điểm trên mỗi máy. Các xét nghiệm RT-PCR là chính xác nhưng đòi hỏi quá nhiều thời gian, năng lượng và nhân viên phải được đào tạo để chạy các xét nghiệm. Deborah Birx, người đứng đầu Lực lượng Đặc nhiệm Coronavirus của Nhà Trắng, cho biết: “Sẽ không bao giờ có khả năng trong kỹ thuật [PCR] thực hiện 300 triệu xét nghiệm mỗi ngày hoặc kiểm tra tất cả mọi người trước khi họ đi làm hoặc đi học, nhưng có thể có với xét nghiệm kháng nguyên.”

Một que ngoáy mũi họng được tiếp xúc với các dải giấy có chứa các kháng thể nhân tạo được thiết kế để liên kết với các kháng nguyên coronavirus. Các kháng nguyên liên kết với các dải và hiển thị trực quan. Quá trình này diễn ra trong vòng chưa đầy 30 phút, có thể mang lại kết quả tại thời điểm chăm sóc và không yêu cầu thiết bị đắt tiền hoặc đào tạo chuyên sâu.

Que ngoáy mũi họng có virus đường hô hấp thường không đủ chất kháng nguyên để có thể phát hiện được. Điều này đặc biệt đúng đối với những bệnh nhân không có triệu chứng, và thường có ít dịch mũi. Các protein của virus không được khuếch đại trong xét nghiệm kháng nguyên.

Theo WHO, độ nhạy của các xét nghiệm kháng nguyên tương tự đối với các bệnh đường hô hấp như cúm nằm trong khoảng từ 34% đến 80%. Dựa trên thông tin này, một nửa hoặc nhiều hơn số bệnh nhân nhiễm COVID-19 có thể bị bỏ sót bởi các xét nghiệm như vậy, tùy thuộc vào nhóm bệnh nhân được xét nghiệm. Vì vậy kết quả âm tính không loại trừ nhiễm trùng. Do đó, kết quả âm tính từ xét nghiệm kháng nguyên cần được xác nhận bằng xét nghiệm PCR.

2.3. XÉT NGHIỆM KHÁNG THỂ:

Xét nghiệm có thể xác định những người bị nhiễm một lần đã khỏi bệnh, tuy nhiên, thời điểm mọi người được xét nghiệm là rất quan trọng. Chưa rõ hiệu lực và thời gian tồn tại của kháng thể SARS-CoV-2. Vai trò tiềm năng của xét nghiệm kháng thể để xác định xem một người có miễn dịch với COVID-19 hay không vẫn chưa rõ ràng và khả năng phát hiện kháng thể SARS-COV-2 ở những người đang hồi phục sau nhiễm trùng, những người không có triệu chứng và những người có các triệu chứng nhẹ cần được nghiên cứu thêm.

Một phần phản ứng của hệ thống miễn dịch đối với nhiễm trùng là sản xuất các kháng thể, bao gồm IgM và IgG. Theo FDA, các kháng thể IgM đối với SARS-CoV-2 thường có thể phát hiện được vài ngày sau khi nhiễm trùng ban đầu, mặc dù các mức độ trong suốt quá trình nhiễm trùng và sau đó không được đặc trưng rõ ràng. Kháng thể SARS-CoV-2 IgG thường có thể phát hiện được từ 10–14 ngày sau khi nhiễm bệnh, đôi khi sớm hơn và thường đạt đỉnh vào khoảng 28 ngày sau khi bắt đầu nhiễm trùng. Các kháng thể xuất hiện quá muộn để dùng làm dấu hiệu nhiễm trùng cấp tính và chỉ 30% những người dương tính với COVID-19 được phát hiện có kháng thể có thể phát hiện vào ngày thứ 7 của nhiễm trùng. Các kháng thể của một số bệnh tồn tại trong máu trong nhiều năm, trong khi những bệnh khác nhanh chóng biến mất.

3. ĐỘ CHÍNH XÁC:

Độ chính xác được đo bằng độ đặc hiệu (specificity) và độ nhạy (sensitivity). Các lỗi xét nghiệm có thể là dương tính giả (xét nghiệm dương tính nhưng không có virus) hoặc âm tính giả (xét nghiệm âm tính nhưng có virus).

3.1. ĐỘ NHẠY VÀ ĐỘ ĐẶC HIỆU:

3.1.1. ĐỘ NHẠY:

Độ nhạy cho biết liệu xét nghiệm có xác định chính xác có virus hay không. Mỗi xét nghiệm yêu cầu mức tải lượng virus tối thiểu để cho kết quả dương tính. Xét nghiệm có độ nhạy 90% sẽ xác định chính xác 90% trường hợp nhiễm trùng, thiếu 10% còn lại (âm tính giả). Ngay cả tỷ lệ nhạy cảm tương đối cao cũng có thể tạo ra tỷ lệ âm tính giả cao ở những quần thể có tỷ lệ mắc bệnh thấp.

3.1.2. ĐỘ ĐẶC HIỆU:

Các xét nghiệm đặc hiệu cao chỉ chọn virus mục tiêu. Các xét nghiệm không đặc hiệu sẽ phát hiện ra các loại virus khác. Một xét nghiệm 90% đặc hiệu sẽ xác định chính xác 90% những người không bị nhiễm, còn 10% có kết quả dương tính giả.

3.2. GIÁ TRỊ TIÊN ĐOÁN DƯƠNG TÍNH (POSITIVE PREDICTIVE VALUE = PPV)

Các xét nghiệm độ đặc hiệu thấp có giá trị tiên đoán dương tính thấp (PPV) khi tỷ lệ hiện mắc thấp. Ví dụ, giả sử tỷ lệ mắc bệnh là 5%. Xét nghiệm ngẫu nhiên 100 người bằng cách sử dụng một xét nghiệm có độ đặc hiệu là 95% sẽ cho kết quả trung bình là 5 người thực sự âm tính, nhưng cho kết quả dương tính (dương tính giả). Vì tỷ lệ mắc bệnh là 5% nên 5 đối tượng khác sẽ cho kết quả dương tính chính xác, tổng cộng là 10 kết quả dương tính. Do đó, PPV là 50%, một kết quả không khác gì hên xui. Trong tình huống này, việc kiểm tra lại những người có kết quả dương tính làm tăng PPV lên 94,5%, có nghĩa là chỉ 4,5% trong số lần thử nghiệm thứ hai trả lại kết quả không chính xác, trung bình ít hơn 1 kết quả sai.

4 . NGUYÊN NHÂN TEST CÓ LỖI:

4.1. Lấy mẫu không đúng cách, ví dụ như không lấy đủ mẫu và không đưa tăm bông vào sâu trong mũi. Điều này dẫn đến lượng virus không đủ, một nguyên nhân gây ra độ nhạy lâm sàng thấp.

4.2. Quá trình lây nhiễm cũng ảnh hưởng đến độ chính xác. Có thể lấy mẫu trước khi virus có cơ hội tự hình thành hoặc sau khi cơ thể bắt đầu loại bỏ nó.

4.3. Bảo quản không đúng cách trong thời gian quá dài có thể gây ra sự phân hủy RNA và dẫn đến kết quả sai khi các phần tử virus bị phân hủy.

4.4. Thiết kế và sản xuất không phù hợp có thể mang lại kết quả không chính xác. Hàng triệu test xét nghiệm làm tại Trung Quốc đã bị các quốc gia khác nhau từ chối trong suốt thời gian từ tháng 3 năm 2020 đến tháng 5 năm 2020.

4.5. Các nhà sản xuất test xét nghiệm thường báo cáo mức độ chính xác của các test của họ khi xin phép các cơ quan có thẩm quyền. Thường, các kết quả này được xác nhận chéo bằng các đánh giá bổ sung. Các kết quả có thể không đạt được giá trị lâm sàng.

5. KẾT LUẬN TẠI THỜI ĐIỂM NÀY:

RT-PCR LÀ XÉT NGHIỆM CHẨN ĐOÁN CHÍNH XÁC NHẤT. NÓ THƯỜNG CÓ ĐỘ NHẠY VÀ ĐỘ ĐẶC HIỆU CAO TRONG MÔI TRƯỜNG PHÒNG THÍ NGHIỆM.

KHUẾCH ĐẠI NUCLEIC ĐẲNG NHIỆT VÀ RPA CÓ THỂ RẤT HỮU ÍCH VÀ NHANH CHÓNG, NHƯNG CẦN RT-PCR ĐỂ XÁC NHẬN.

WHO khuyến nghị các quốc gia không có năng lực xét nghiệm và các phòng thí nghiệm quốc gia có kinh nghiệm hạn chế về COVID-19 gửi năm mẫu dương tính đầu tiên và mười mẫu COVID-19 âm tính đầu tiên đến một trong 16 phòng thí nghiệm tham chiếu của WHO để xét nghiệm khẳng định. Trong số mười sáu phòng thí nghiệm tham chiếu, bảy phòng thí nghiệm ở châu Á, năm phòng thí nghiệm ở châu Âu, hai phòng thí nghiệm ở châu Phi, một ở Bắc Mỹ và một ở Úc.

1. Saiki RK, Gelfand DH, Stoffel S, et al. (January 1988). “Primer-directed enzymatic amplification of DNA with a thermostable DNA polymerase”. Science. 239 (4839): 487–91. Bibcode:1988Sci…239..487S. doi:10.1126/science.239.4839.487. PMID 2448875.
2. ^ Cheng S, Fockler C, Barnes WM, Higuchi R (June 1994). “Effective amplification of long targets from cloned inserts and human genomic DNA”. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 91 (12): 5695–9. Bibcode:1994PNAS…91.5695C. doi:10.1073/pnas.91.12.5695. PMC 44063. PMID 8202550.
3. ^ Chou Q, Russell M, Birch DE, Raymond J, Bloch W (April 1992). “Prevention of pre-PCR mis-priming and primer dimerization improves low-copy-number amplifications”. Nucleic Acids Res. 20(7): 1717–23. doi:10.1093/nar/20.7.1717. PMC 312262. PMID 1579465.
4. ^ Don RH, Cox PT, Wainwright BJ, Baker K, Mattick JS (July 1991). “‘Touchdown’ PCR to circumvent spurious priming during gene amplification”. Nucleic Acids Res. 19 (14): 4008. doi:10.1093/nar/19.14.4008. PMC 328507. PMID 1861999.
5. ^ Stemmer WP, Crameri A, Ha KD, Brennan TM, Heyneker HL (1995). “Single-step assembly of a gene and entire plasmid from large numbers of oligodeoxyribonucleotides”. Gene. 164 (1): 49–53. doi:10.1016/0378-1119(95)00511-4. PMID 7590320.
6. ^ Pavlov AR, Pavlova NV, Kozyavkin SA, Slesarev AI (2006). “Thermostable DNA Polymerases for a Wide Spectrum of Applications: Comparison of a Robust Hybrid TopoTaq to other enzymes”. In Kieleczawa J (ed.). DNA Sequencing II: Optimizing Preparation and Cleanup. Jones and Bartlett. pp. 241–257. ISBN 978-0-7637-3383-4.
7. ^ Raoult, D; G Aboudharam; E Crubezy; G Larrouy; B Ludes; M Drancourt (2000-11-07). “Molecular identification by “suicide PCR” of Yersinia pestis as the agent of medieval black death”. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 97 (23): 12800–12803. Bibcode:2000PNAS…9712800R. doi:10.1073/pnas.220225197. ISSN 0027-8424. PMC 18844. PMID 11058154.
8. ^ Androvic, Peter; Valihrach, Lukas; Elling, Julie; Sjoback, Robert; Kubista, Mikael (2017). “Two-tailed RT-qPCR: a novel method for highly accurate miRNA quantification”. Nucleic Acids Research. 45 (15): e144. doi:10.1093/nar/gkx588. ISSN 0305-1048. PMC 5587787. PMID 28911110.
9. ^ Mueller PR, Wold B (November 1989). “In vivo footprinting of a muscle specific enhancer by ligation mediated PCR”. Science. 246(4931): 780–6. Bibcode:1989Sci…246..780M. doi:10.1126/science.2814500. PMID 2814500.
10. ^ Herman JG, Graff JR, Myöhänen S, Nelkin BD, Baylin SB(September 1996). “Methylation-specific PCR: a novel PCR assay for methylation status of CpG islands”. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93 (18): 9821–6. Bibcode:1996PNAS…93.9821H. doi:10.1073/pnas.93.18.9821. PMC 38513. PMID 8790415.
11. ^ Hernández, H; Tse, MY; Pang, SC; Arboleda, H; Forero, DA (October 2013). “Optimizing methodologies for PCR-based DNA methylation analysis”. BioTechniques. 55 (4): 181–197. doi:10.2144/000114087. PMID 24107250.
12. ^ E. Zietkiewicz; A. Rafalski & D. Labuda (1994). “Genome fingerprinting by simple sequence repeat (SSR)-anchored polymerase chain reaction amplification”. Genomics. 20 (2): 176–83. doi:10.1006/geno.1994.1151. PMID 8020964.
13. ^ Dobosy JR, Rose SD, Beltz KR, Rupp SM, Powers KM, Behlke MA, Walder JA (August 2011). “RNase H-dependent PCR (rhPCR): improved specificity and single nucleotide polymorphism detection using blocked cleavable primers”. BMC Biotechnology. 11: 80. doi:10.1186/1472-6750-11-80. PMC 3224242. PMID 21831278.
14. ^ Venkitaraman AR (April 1989). “Use of modified T7 DNA polymerase (sequenase version 2.0) for oligonucleotide site-directed mutagenesis”. Nucleic Acids Research. 17 (8): 3314. doi:10.1093/nar/17.8.3314. PMC 317753. PMID 2726477.
15. ^ “Thermo Sequenase DNA Polymerase”.
16. ^ Lawyer, F. C.; Stoffel, S.; Saiki, R. K.; Chang, S. Y.; Landre, P. A.; Abramson, R. D.; Gelfand, D. H. (1993-05-01). “High-level expression, purification, and enzymatic characterization of full-length Thermus aquaticus DNA polymerase and a truncated form deficient in 5′ to 3′ exonuclease activity”. PCR Methods and Applications. 2(4): 275–287. doi:10.1101/gr.2.4.275. ISSN 1054-9803. PMID 8324500.
17. ^ “Applied Biosystems – Support”. www6.appliedbiosystems.com.
18. ^ Villbrandt, B; Sobek, H; Frey, B; Schomburg, D (September 2000). “Domain exchange: chimeras of Thermus aquaticus DNA polymerase, Escherichia coli DNA polymerase I and Thermotoga neapolitana DNA polymerase”. Protein Engineering. 13 (9): 645–54. doi:10.1093/protein/13.9.645. PMID 11054459.
19. ^ https://www.promega.in/products/pcr/rt-pcr/tth-dna-polymerase/
20. ^ Cline J, Braman JC, Hogrefe HH (September 1996). “PCR fidelity of pfu DNA polymerase and other thermostable DNA polymerases”. Nucleic Acids Res. 24 (18): 3546–51. doi:10.1093/nar/24.18.3546. PMC 146123. PMID 8836181.
21. ^ Jump up to:a b van Pelt-Verkuil E, van Belkum A, Hays JP (2008). “Taq and Other Thermostable DNA Polymerases”. Principles and Technical Aspects of PCR Amplification. pp. 103–18. doi:10.1007/978-1-4020-6241-4_7. ISBN 978-1-4020-6240-7.
22. ^ Ochman H, Gerber AS, Hartl DL (1 November 1988). “Genetic Applications of an Inverse Polymerase Chain Reaction”. Genetics. 120 (3): 621–3. PMC 1203539. PMID 2852134.
23. ^ Liu YG, Whittier RF (February 1995). “Thermal asymmetric interlaced PCR: automatable amplification and sequencing of insert end fragments from P1 and YAC clones for chromosome walking”. Genomics. 25 (3): 674–81. doi:10.1016/0888-7543(95)80010-J. PMID 7759102.
24. ^ Vincent M, Xu Y, Kong H (August 2004). “Helicase-dependent isothermal DNA amplification”. EMBO Rep. 5 (8): 795–800. doi:10.1038/sj.embor.7400200. PMC 1249482. PMID 15247927.
25. ^ Notomi T, Okayama H, Masubuchi H, Yonekawa T, Watanabe K, Amino N, Hase T (2000). “Loop-mediated isothermal amplification of DNA”. Nucleic Acids Res. 28 (12): 63e 63. doi:10.1093/nar/28.12.e63. PMC 102748. PMID 10871386.
26. ^ US patent 6410278, Notomi T, Hase T, “Process for synthesizing nucleic acid”, published 2002-06-25, assigned to Eiken Kagaku Kabushiki Kaisha
27. ^ Nagamine K, Hase T, Notomi T (2002). “Accelerated reaction by loop-mediated isothermal amplification using loop primers”. Mol. Cell. Probes. 16 (3): 223–9. doi:10.1006/mcpr.2002.0415. PMID 12144774.
28. ^ Mori Y, Nagamine K, Tomita N, Notomi T (2001). “Detection of loop-mediated isothermal amplification reaction by turbidity derived from magnesium pyrophosphate formation”. Biochem. Biophys. Res. Commun. 289 (1): 150–4. doi:10.1006/bbrc.2001.5921. PMID 11708792.
29. ^ Mori Y, Kitao M, Tomita N, Notomi T (2004). “Real-time turbidimetry of LAMP reaction for quantifying template DNA”. J. Biochem. Biophys. Methods. 59 (2): 145–57. doi:10.1016/j.jbbm.2003.12.005. PMID 15163526.
30. ^ Njiru ZK, Mikosza AS, Armstrong T, Enyaru JC, Ndung’u JM, Thompson AR (2008). “Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) method for rapid detection of Trypanosoma brucei rhodesiense”. PLOS Negl Trop Dis. 2 (1): e147. doi:10.1371/journal.pntd.0000147. PMC 2238707. PMID 18253475.
31. ^ Tomita N, Mori Y, Kanda H, Notomi T (2008). “Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) of gene sequences and simple visual detection of products”. Nat Protoc. 3 (5): 877–82. doi:10.1038/nprot.2008.57. PMID 18451795.
32. ^ Piepenburg O, Williams CH, Stemple DL, Armes NA (2006). “DNA Detection Using Recombination Proteins”. PLOS Biol. 4 (7): e204. doi:10.1371/journal.pbio.0040204. PMC 1475771. PMID 16756388.
33. ^ Lutz S, Weber P, Focke M, Faltin B, Hoffmann J, Müller C, Mark D, Roth G, Munday P, Armes N, Piepenburg O, Zengerle R, von Stetten F (April 2010). “Microfluidic lab-on-a-foil for nucleic acid analysis based on isothermal recombinase polymerase amplification (RPA)”. Lab Chip. 10 (7): 887–93. doi:10.1039/b921140c. PMID 20300675.
34. Zimmer C (5 May 2020). “With Crispr, a Possible Quick Test for the Coronavirus”. The New York Times. ISSN 0362-4331. Retrieved 14 May 2020.
35. ^ “STOPCovid”. stopcovid.science. Retrieved 14 June 2020.
36. ^ Joung J, Ladha A, Saito M, Segel M, Bruneau R, Huang MW, et al. (May 2020). “Point-of-care testing for COVID-19 using SHERLOCK diagnostics”. MedRxiv: 2020.05.04.20091231. doi:10.1101/2020.05.04.20091231. PMC 7273289. PMID 32511521.
37. Deeks, Jonathan J.; Dinnes, Jacqueline; Takwoingi, Yemisi; Davenport, Clare; Spijker, René; Taylor-Phillips, Sian; Adriano, Ada; Beese, Sophie; Dretzke, Janine; Ferrante di Ruffano, Lavinia; Harris, Isobel M. (25 June 2020). “Antibody tests for identification of current and past infection with SARS-CoV-2”. The Cochrane Database of Systematic Reviews. 6: CD013652. doi:10.1002/14651858.CD013652. ISSN 1469-493X. PMID 32584464.
38. ^ Jump up to:a b “What Immunity to COVID-19 Really Means”. Scientific American. 10 April 2020. Archived from the original on 28 April 2020.
39. ^ “Cellex Emergency Use Authorization”. FDA. 1 April 2020. Retrieved 10 April 2020.
40. ^ “Will an Antibody Test Allow Us to Go Back to School or Work?”. New York Times. 10 April 2020. Retrieved 15 April 2020.
41. ^ “Mount Sinai Emergency Use Authorization”. FDA. 15 April 2020. Retrieved 18 April 2020.
42. ^ Jump up to:a b c d “Global Progress on COVID-19 Serology-Based Testing”. Johns Hopkins Center for Health Security. Retrieved 14 June 2020.
43. ^ Jump up to:a b “A SARS-CoV-2 surrogate virus neutralization test (sVNT) based on antibody-mediated blockage of ACE2-spike (RBD) protein-protein interaction”. Research Square. 23 April 2020. Retrieved 28 April 2020.
44. ^ Jump up to:a b c “Will antibody tests for the coronavirus really change everything?”. Nature. 18 April 2020. Retrieved 20 April 2020.
45. ^ Jump up to:a b c “Q&A on COVID-19 Antibody Tests”. factcheck.org. 27 April 2020. Retrieved 28 April 2020.
46. ^ “Neutralising antibody”. Biology-Online. 2008. Retrieved 4 July2009.
47. “Specimen referral for COVID-19 – operational details of WHO reference laboratories providing confirmatory testing for COVID-19” (PDF). World Health Organization. Retrieved 29 March 2020.

Nguồn: Diễn đàn Bác sĩ trẻ Việt Nam.